Nacional de Salud, se reportaron 13.227 casos con rmados, aunque se considera que el número real de casos debe de ser mucho mayor a los con rmados (EFSA, 2017). Campylobacter es parte de la microbiota normal del tracto gastrointes- tinal de diferentes especies de mamíferos y aves, siendo las aves de corral, y en especial el pollo, la fuente primaria de infección humana por Campylobacter. Según varios estudios epidemiológicos realizados, se considera que hasta el 80% de las canales de pollo que se comer- cializan podrían estar contaminadas por Campylobacter, a pesar de los requerimientos especí cos que necesita esta especie para poder crecer (Gañan y col., 2012). Campylobacter es un microorganismo que requiere de una atmósfera reducida de oxígeno, siendo sus condicio- nes óptimas de crecimiento la presencia de un 5% de oxígeno, 10% de dióxido de carbono y 85% de nitrógeno (Humphrey y col., 2007). Campylobacter es un microorganismo que no crece a temperaturas por debajo de los 30°C y es muy susceptible a las diversas condiciones de estrés que se dan en la cadena alimentaria, por lo que no es capaz de multiplicarse en los alimentos. A pesar de todas estas aparentes limi- taciones, Campylobacter es el principal patógeno bacteriano asociado a los alimentos, lo que constituye toda una paradoja microbiológica (Murphy y col., 2006). A esta capacidad de sobrevivir en la cadena alimentaria contribuyen diversos atributos de virulencia que emplea este patógeno como herramientas para provocar la enfermedad en humanos, denominada campilobacteriosis (Koolman y col., 2015). Entre estos atributos de virulencia, se ha descrito que la capacidad de formar bio lm podría ser una característica muy relevante del genero Campylobacter para sobreponerse a los diferentes tipos de estrés pre- sentes en la cadena alimentaria. En este trabajo, el objetivo principal ha sido determinar la capacidad de diferentes cepas de Campylobacter de formar bio lm. Se utilizaron cepas aisladas tanto de la cadena alimentaria de la carne de pollo, así como de pacientes de hospital, con el propósito principal de evaluar el impacto de la capacidad de formar bio lm en la virulencia de este patógeno alimentario. ¿Cómo se llevó a cabo el estudio? Para el desarrollo de este estudio se utilizaron un total de 50 cepas de Campylobacter: 29 cepas aisladas de la cadena alimentaria (CA) de la carne de pollo (23 cepas de C. jejuni y 6 cepas de C. coli) y 21 cepas aisladas de casos clínicos (H) de campilobacteriosis (16 cepas de C. jejuni y 5 cepas de C. coli). Todos los aislamientos se realizaron en la provincia de Burgos entre los años 2011 y 2014. Las cepas se conservaron y almacenaron a -80 °C hasta su utiliza- ción. Para la realización de los ensayos se utilizaron los siguientes medios de cultivo para el crecimiento de Campylobacter: como medio líquido se utilizó caldo Brucella Broth (BB) (Becton Dickinson) y como medio sólido agar Müeller-Hinton suplementado con un 5% de sangre de cordero des brinada (MHS) (Becton Dickinson) (Figura 1). Las diferentes cepas se recuperaron por siembra en placas de MHS y se incubaron en condiciones de microaero lia (85% N2, 10% CO2 y 5% O2) utilizando un incubador de atmósfera variable (VAIN MACS-VA500, Don Whitley Scienti c) a una temperatura de 42 °C durante 48 horas. Para la obtención de los inóculos experimenta- les se tomaron colonias aisladas y se inocularon en 50 mL de BB, posteriormente estos cultivos se incubaron con agitación constante (130 rpm) durante 24 horas en las condiciones atmosféricas y de temperatura mencionadas anteriormente. Figura 1. Apariencia de las colonias de Campylobacter creciendo en medio sólido Mueller-Hinton sangre (MHS). Para la determinación de la capacidad de Campylobacter de formar bio lm en super cies abióticas se utilizó un método basado en el protocolo descrito previamente por Reeser y colaboradores (2007) con ligeras modi caciones realizadas para el presente trabajo. En el método se emplearon placas de 24 pocillos de poliestireno (Sarstedt), y de forma resumida, para el desarrollo del mismo se siguieron los siguientes pasos: en placas de 24 pocillos se añadió 1 mL por pocillo del cultivo bacteriano y se incubó a 30 °C sin agitación y en condi- ciones de aerobiosis durante 48 horas. Posteriormente, se retiró el medio por aspiración y se secó la placa a 55 °C durante 10 minutos. Seguidamente, el bio lm formado en cada pocillo se tiñó y se secó con una solución de cristal violeta (0,1%) durante 5 minutos y se lavó dos veces utilizando agua destilada (Figura 2). Se decoloró con una solución mezcla de etanol-acetona (80:20%) durante 5 minutos y de esta solución se tomaron 100 μL que se trasvasaron a una placa de 96 pocillos (Sarstedt) para leer la absorbancia a 570 nm utilizando un lector de microplacas (Synergy HT, Biotek). Los resultados obte- nidos se expresaron como el porcentaje de la capacidad de formar bio lm (% CFB) de cada cepa con respecto a su control de crecimiento (UFC/mL). Se utilizó la siguiente fórmula para su determinación: CFB=Bio lm ( 570)/(UFC/mL)x100 Como control de formación de bio lm entre experimentos se utilizó la cepa de referencia C. jejuni NCTC 11168 (National Collection of Type Cultures, Reino Unido). HIGIENE Figura 2. Aspecto de bio lms producidos por diferentes cepas de Campylobacter teñidos con solución de cristal violeta (0,1%) en placa de ensayo. >>63